DETECCIÓN DE CUERPOS DE HEINZ. (28/11/2014)

MATERIALES.

• Un tubo de ensayo.
• 2 pipetas graduadas.
• Una pipeta parteur o un capilar.
• Un baño de agua.
• 2 portaobjetos.
• Un microscopio.

REACTIVOS.

• Colorante. Es una solución de cristal violeta. En nuestro laboratorio ya estaba hecho pero lo tuvimos que disolver en 1 ml de agua destilada,1 ml de disolución salina y 1 ml de solución de cristal violeta y filtramos la disolución con un filtro hecho con papel de filtro. En el caso de que no estuviera realizado tendríamos que hacerlo con:

1. Mezclar 20 g de cristal violeta con 80 cc de suero fisiológico de agua destilada.
2. Agitamos la mezcla durante 5 minutos.
3. Filtramos la disolución
4. Añadimos al líquido filtrado 82 cc de suero fisiológico y 18 cc de agua destilada.

• Líquido de inmersión.

MUESTRA.

Sangre.

FUNDAMENTO.

Los precipitados intraeritrocitarios de hemoglobina se tiñen con el colorante  cristal de violeta y en el microscopio observamos como pequeñas granulaciones que se denominan como cuerpos de heinz.

PROCEDIMIENTO.

Lo primero que debemos de hacer es mezclar en un tubo de ensayo 1 ml de colorante y 1 ml de sangre ; la sangre es sangre venosa extraída de la bolsa de sangre. Después lo tapamos con papel parafilm y lo colocamos en el baño de agua a 37º  durante 5 minutos, una vez pasado este tiempo tomamos un gota de la mezcla, con ayuda de una capilar, y realizamos una extensión; posteriormente la dejamos secar y vertemos una gota de líquido de inmersión para poder observarlo en el microscopio con el objetivo 100x.

RESULTADO.

En el microscopio se observa pequeñas granulaciones de color purpura.

En mi caso no se puedo ver nada porque el microscopio esta dañado.

HOJA DE TRABAJO.

1º ¿Cuál  es el colorante usado para teñir los cuerpos de Heinz?

Solución de cristal violeta.

2º ¿ De qué color son los cuerpos de Heinz teñidos?

Son de color purpura.

3º ¿Dónde se localizan los cuerpos de Heinz?

Se localizan en la periferia de los hematíes.

RESULTADO OBTENIDOS.

En la sangre ensayada:  No se han encontrado cuerpos de Heinz

VALORACIÓN DE LOS RESULTADOS.

El sujeto estudiado: En el microscopio no se veía nada.

CONTAJE DE RETICULOCITOS. (27/11/2014)

MATERIALES.

• Microscopio.
• Tubos de hemolisis.
• Pipeta Pasteur.
• Portas.
• Baño de agua.
• Sistema de filtración.

REACTIVOS.

• Azul de cresil brillante en polvo.
• Solución salina al 0,9%
• Agua destilada.
• Aceite de inmersión.
• Citrato sódico al 3 %

Citrato sódico.

En el laboratorio había citrato sódico en polvo y necesitamos en líquido por tanto tuvimos que disolverla.Como nos dicen que es al 3% lo vamos a disolver en 100 ml.

Cogemos 3 gramos de citrato sódico---------> 100 ml de agua destilada.

Lo primero que vamos hacer es pesar son los 3 gramos de citrato sódico en polvo, lo que hacemos es colocar en la balanza el vidrio de reloj lo taramos y después vamos a pesar la sustancia hasta llegar a los 3 gramos. Cuando ya lo tengamos cogemos un vaso de precipitado y lo llenamos con agua destilada y disolvemos los 3 gramos de citrato sódico, a continuación con ayuda de un embudo los pasamos a un matraz aforado de 100 ml , pero antes de enrasarlo lo que haremos es volver a poner agua en el vaso de precipitado utilizado antes por si queda restos del polvo y lo vertemos en el matraz. Finalmente enrasamos el matraz.

MUESTRA.

Sangre anti coagulada.

FUNDAMENTO.

La finalidad de esta práctica es observar mediante un microscopio los reticulocitos mediante el colorante de azul de cresil brillante. Este colorante llevara a la precipitación del ARN y con ellos observaremos como filamentos de olor azul intenso en el interior de la célula.

PROCEDIMIENTO.

Lo primero que hacemos, una vez hayamos realizado la disolución de citrato sódico al 3 % en 100 ml de agua destilada, es preparar el colorante.  Esta preparación se realiza mezclando en un vaso de precipitado 80 ml de solución salina ( que ya teníamos en el laboratorio que habíamos hecho previamente )  y 20 ml de citrato sódico al 3% ; estas cantidades las tomamos con ayuda de pipetas.   Después pesamos 1g de azul de cresil brillante y lo disolvemos en la mezcla anterior. Este preparado lo tenemos que filtrar antes de utilizarlo. Posteriormente echamos 3 gotas de sangre y tres gotas de la solución . Lo mezclamos y lo tapamos con papel parafilm. Lo introducimos en el baño de agua durante 5 minutos.Una vez haya pasado este tiempo lo sacamos y con ayuda de una pipeta Pasteur tomamos un poco de la solución para realizar dos extensiones y la dejamos secar. Finalmente ponemos una gota de aceite de inmersión en la muestra y la observamos con el objetivo de 100x.

RESULTADO.

Lo hematíes son de color verde amarillento y los reticulocitos  presentan en su interior unos hilos finos de color azul.

% reticulocitos = ( Nº  de reticulocitos contados / Nº de hematíes contados ) x 100

HOJA DE TRABAJO.

1º ¿ Qué son los reticulocitos ?

Los reticulocitos son eritrocitos inmaduros que contienen, como su nombre indica, un retículo o red cromatínica formada por restos de ARN (ribosomas) , mitocondrias y otros órganos celulares.

2º¿ Qué tipo de tinción estamos utilizando ?

 Azul de cresil brillante.

3º¿Por qué hacemos la corrección del porcentaje de reticulocitos?

4º¿ Que nos expresa el IPR ?

Nos da un valor numérico de la estimulación hematopoyética por encima de la actividad de la línea base normal.

TINCIÓN PANÓPTICO RÁPIDO. (13/11/2014)

MATERIALES.

• Cubetas de Wertheim (no la hemos utilizado )
• Cestillo para portas(no la he utilizado )
• Frasco lavador

REACTIVOS.

• Solución nº 1: Solución alohólica de triarilmetano
• Solución nº 2:Solución tamponada de xanteno.
• Solución nº 3:Solución tamponada de tiazina
• Agua destilada.

Muestra.

Frotis sanguíneo con sangre venosa extraída de la bolsa de sangre que tiene que ser preparada minutos antes de realizar la práctica.

FUNDAMENTO.

Esta práctica la vamos a realizar mediante una tinción que une la policromía y la calidad que proporcionan las tinciones de Giemsa y Wringh , además que  se realiza en 15 segundos.

Esta tinción se diferencian de las demás en que presenta la peculiaridad de ser un método de inmersión en la cual el frotis se sumerge en la solución colorante durante 5 segundos.

PROCEDIMIENTO.

Lo primero que hacemos es coger los tres frascos de plásticos donde estas contenidas las tres soluciones. Después cogemos el portaobjetos donde tenemos el frotis y lo sumergimos cinco veces primero en la solución numero 1 y la dejamos escurrir, otras cinco veces en la solución numero 2 y la dejamos escurrir y por último cinco veces en la solución numero 3 y la dejamos escurrir y finalmente la lavamos con agua destilada y la dejamos secar.

Por último la observamos en el microscopio, previamente depositando una gota de aceite de inmersión y observamos con el objetivo 100x.

 RESULTADOS.

Los colores que observamos de las células sanguíneas son similares a las de la tinción de Giemsa y Wringh. 

HOJA DE TRABAJO.

1º ¿En qué se diferencia este método de las otras tinciones clásicas ?

Se diferencia en que este método se ejecuta en 5 segundos y tiene la peculiaridad de ser un método de inmersión donde el frotis se sumerge en la solución colorante durante un tiempo determinado.

2º ¿ Cuántos segundos debe sumergirse el frotis en cada una de las soluciones ?

 Se sumerge 5 segundos.

3º¿ Cuál cree que es la solución fijadora ?

La solución alcohólica de triarilmetano.

TINCIÓN DE WRINGH.(12/11/2014)

MATERIALES.

• Microscopio
• Cristalizador
• Puentes de tinción
• Pipetas Pasteur
• Frasco lavador
• Guantes
• Tubos de ensayo

REACTIVOS.

• Solución de eosina-azul de metileno según Wringht
• Solución tampón pH 7,2.
• Aeite de inmersión.

FUNDAMENTO.

Utilizaremos un colorante que es una disolución de eosina y unas mezcla de azul de metileno (del 50 al 75 % ) u azul B ( del 10 al 25 %) juntos con derivados del alcohol etílico.

MUESTRA.

Sangre venosa anticoagulada.

PROCEDIMIENTO.

Tenemos que realizar un frotis sanguíneo muy fino y debemos dejarla secar. Esta extensión lo colocaremos horizontalmente encima del puente de tinción que esta situado encima del cristalizador; a este frotis le vertemo mediante una pipeta 1 ml de colorante Wringh (eosina azul de metileno ) dejamos actuar durante 1 minuto y lo lavamos con tampón pH 7,2. Lo dejamos secar y escurrir en vertical dentro del cristalizador.  Después mediante la pipeta pasteur diluimos en un tubo de ensayo  0,5 ml  de eosina-azul de metileno en 0,5 ml de tampón pH 7,2 se tiene que mezlar bien y mediante una pipeta pasteur cubrimos el frotis con esta dilución,,dejando que se tiña durante 3-5 minutos. A continuación lavarla on agua del grifo y después con solución tampón pH 7,2. La dejamos secar y escurrir en vertical dentro del cristalizador. Finalmente la observamos en el microscopio con el objetivo 100x.

RESULTADOS.

Las células se observan con el mismo color que la observada con la tinción de Giemsa.

HOJA DE TRABAJO.

1º ¿ Qué tipo de colorante utilizamos en esta tinción?

El colorante utilizado es una solución de eosina una mezcla de azul de metileno y azur B

2º¿ Qué sustancia utilizamos como  fijador ?

Eosina-azul de metileno

3º ¿ Cuánto tiempo debe estar en contacto el frotis con el colorante diluido ?

3-5 minutos.

TINCIÓN DE GIEMSA. (11/11/2014)

MATERIAL.

• Microscopio 
• Portas limpios
• Cristalizador
• Puentes de tinción
• Pipeta Pasteur
• Frasco lavador
• Tubo de ensayo.

REACTIVOS.

1. Colorante en solución según Giemsa de Panrea.
2. Solución tampón pH 7.2 de Panrea.
3. Metanol.
4. Aceite de imersión.

MUESTRA.
Sangre venosa antioagulada.

FUNDAMENTO.
Utilizar como colorante la mezcla de azul de metileno y eosina propuesta por Giemsa.

PROCEDIMIENTO.
Lo primero que debemos de hacer es preparar un frotis, ya explicada en la práctica VII.  El frotis realizado lo tenemos que colocar de forma vertical sobre el punte de tinción en el cristalizador. Tenemos cubrir el frotis con metanol y dejarlo durante 3 minutos, se tiene que escurrir y secar con el aire con esto fijamos el frotis. A continuación diluimos en un tubo de ensayo 0.2 ml de azur-eosino-azul de metileno según Giemsa con 2 ml de solución tampón pH 7,2 este paso lo realizamos con pipetas. Mezclamos el tubo y con una pipeta pasteur  tomamos una cantidad de dilución de colorante y lo echamos encima del frotis , dejándolo actuar durante 25 minutos. Pasado los 25 minutos lo escurrimos y lo lavamos con agua de grifo, porteriormente lo lavamos con tampón pH 7,2 hasta eliminar los restos de colorante, lo dejamos escurrir y secarlo en posición vertical dentro del cristalizador.

Los eosinófilos se observan con el núcleo azul violeta, el citoplasma azul y los gránulos de olor rojo anaranjado. Los basófilos presentan un núcleo de color púrpura y granulación de color azul oscuro. Los monoitos y linfocitos se observan con un núcleo color violeta y el citoplasma azul.

HOJA DE TRABAJO.
 1º¿ Cuáles son los antioagulantes más adecuados para esta técnica?
La heparina y el EDTA.

2º¿Con que reactivo fijamos el frotis?
Con metanol.

3º¿ Cuánto tiempo debe actuar el colorante en el frotis ?
25 minutos.

RESULTADO.

Los eritrocitos son de color rosa asalmonado y las plaquetas de color violeta.

PREPARACIÓN DE GOTA GRUESA. (11/11/2014)

MATERIALES.

1. Un tubo capilar.
2. Una pipeta Pasteur
3. 2 Portaobjetos
4. 2 Cubetas de tinción con sus respectivos cestillos.

REACTIVOS.

1. Metanol
2. Agua destilada
3. Una solución de colorante Giemsa al 3 % en agua destilada.

MUESTRA.
Sangre venosa anticoagulada con EDTA.

PROCEDIMIENTO.
Lo primero que hacemos es coger un portaobjetos, situamos una pequeña gota en el centro del portaobjetos y también colocamos tres gotas de  sangre grandes a un centímetro de distancia de la primera gota a la derecha. Las tres gotas tienen que tener forma de un triangulo. Después realizamos un frotis con otro portaobjeto el extensor y con una esquina de este portaobjetos unimos las tres gotas formando una capa gruesa y uniforme. Dejamos secar el portaobjetos con la extensión en horizontal teniendo cuidado de que no se ensucie ni se moje.  Fijamos la extensión fija vertiendo tres gotas de metanol  y dejandola durante algunos segundos. La gota gruesa debe dejarse secar durante 24 horas. 
Pasado un día vertemos  el colorante Giemsa al 3 %  en una cubeta. Después sumergimos la preparación en la solución giemsa durante 30 minutos. Vertemos agua limpia a la preparación durante unos segundos y esto lo repetimos dos veces más.Dejamos secar la extensión en posición vertical.

 RESULTADO.

HOJA DE TRABAJO.

1º ¿ Qué colorante se utiliza para teñir la preparación de gota gruesa?
Giemsa al 3%

2º¿ Cómo están los hematíes en la preparación de gota gruesa?
Los hematíes están lisados.

3º¿ Con qué sustancia se fija la preparación de gota gruesa?
Metanol.

REALIZACIÓN DE UNA EXTENSIÓN SANGUÍNEA. (7/11/2014)

MATERIALES.

1. Bolsa de sangre
2. Un capilar 
3. 2 portas limpios y libre de grasa
4. Guantes 
5. Un rotulador e vidrio

REACTIVOS.

1. Alcohol
2. Solución de etanol-eter.

MUESTRA.

Sangre venosa  anticoagulada extraída de la bolsa de sangre. También podemos realizar un extensión con sangre capilar.

La sangre que se va a utilizar en esta práctica es sangre venosa, esta sangre la extremos de una bolsa de sangre procedente del banco de sangre, para depositar esta sangre a un tubo de ensayo lo que vamos hacer es mover la bolsa, después quitar la pinza y poniendo el tubo que tiene en la parte superior dentro del tubo de ensayo y moviendo la bolsa hacia arriba la sangre se vierte en el tubo de ensayo.

FUNDAMENTO.

La extensiones sanguíneas se realizan mediante dos portas, uno de ellos sirve para colocar la gota de sangre , mientras que el otro sirve para deslizar la sangre. 

Lo que se obtiene es una fina capa de células que se puede observar con el microscopio.

PROCEDIMIENTO.

Antes de hacer de hacer la primera extensión lo que debemos hacer es limpiar los portas para ello lo vamos a lavar con agua y jabón líquido después lo aclaramos con agua del grifo, lo enjuagamos con agua destilada y por último le echamos alcohol y lo secamos con un pañuelo.Con el dedo índice y el pulgar de la mano coger el porta sujetándolo por los extremos y situarlo en la mesa ;con un capilar cogemos sangre que previamente hemos puesto en el tubo de ensayo, lo recomendable es llenar el capilar para que salga una pequeña gota de 5 microlitros. Después colocamos otro porta , que sera el que utilicemos para realizar la extensión, por delante de la gota de sangre y formamos un angulo de 45º con el porta utilizado como soporte,desplazamos suavemente hacia atrás de manera que alance la sangre, esperamos a que la sangre se extienda a lo largo del extremo del porta extensor, una vez que la sangre se haya extendido deslizamos el porta extensor hacia delante con un movimiento firme y uniforme evitando paradas. Cuando la sangre se haya extendido por el porta que sirve de soporte tenemos que dejar que se seque agitándola al aire para que sus célula no se distorsionen. Finalmente escribo mi nombre para utilizarla en otra practica.

Por último los portas con extensiones mal realizadas se deberán lavar con jabón liquido y enjuagarlas con agua destiladas y para una mejor limpieza introducirlo en una solución de etanol-éter etílico o simplemente en etanol.

RESULTADO.

Para ver resultados tenemos que haber realizado una buena extensión. 

 El modo correcto de realizar un extensión sanguínea seria la siguiente:

A continuación una imagen donde se verán los defectos de una mala extensión.

HOJA DE TRABAJO.

1º¿ Con qué sustancia se anticoagula la sangre venosa cuando se pretende hacer una extensión?

Con EDTA.

2º¿Cuánto tiempo puede pasar , como máximo, desde la extracción de la sangre hasta la realización del frotis?

Menos de 3 horas.

3º¿Qué ángulo debe formar el porta extensor on el porta soporte ?

45º

RESULTADOS OBTENIDOS.

La extensión:

La primera extensión que realice era muy corta, era muy fina, tenía estrías trasversales, zonas sin sangre, su extremo terminal esta muy desflecado. Hice mas de 30 extensiones y solo me salieron bien tres las que hice en el control.

VALORACIÓN DE LOS RESULTADOS.

La extensión debe ser considerada como:

Las primeras que realice no válidas pero ya las últimas eran válidas.

TINCIÓN SUPRAVITAL CON AZUL DE METILENO. (6/11/2014)

MATERIALES.

Microscopio óptico.

Portas y cubres.

Tubos de hemólisis

Capilares.

Papel parafilm

Pipeta pasteur.

Lanceta.

REACTIVOS.

1. Azul de metileno nuevo.
2. Oxalato potásico.
3. Agua destilada.

MUESTRA.

Sangre capilar fresca es lo que utilice para esta práctica, aunque también se puede con sangre venosa antioagulada.

FUNDAMENTO.

En esta practica se utilizara como colorante el azul de metileno. Este colorante tiñe principalmente los núcleos celulares y es un colorante vital.

PROCEDIMIENTO.

Lo primero que tenemos que hacer es preparar el colorante, con lo cual vamos a utilizar los siguientes reactivos:

Azul de metileno nuevo ( 0,5g) ; Oxalato potásico (1,6g) y agua destialada (100ml).Pesamos en un vidrio de roloj 0.5 g de azul de metileno y 1.6 de oxalato potásico y en un vaso de precipitado lo disolvemos en 100 ml de agua destilada.

Después tenemos que realizar la punción en la yema del dedo para extraer una gota de sangre fresca, lo primero que hay que hacer es desinfectar la zona con alcohol y secarle para a continuación realizar la punción con una lanceta, la primera gota hay que desecharla. 

Una vez realizado los pasos anteriores tenemos que depositar dos gotas de sangre, mediante un capilar,  en el portaobjeto también tenemos que depositar dos gotas de colorante y enseguida aspiramos la mezcla con una pipeta pasteur y la depositamos en el tubo de hemólisis; también podemos depositar directamente las dos gotas de sangre fresa y las dos gotas de colorante en el tubo de hemólisis.

Tapamos el tubo con papel parafilm y dejamos reposar la mezcla unos 10 minutos. Pasado este tiempo aspiramos con una pipeta pasteur esta mezcla y la depositamos en un portaobjetos y la cubrimos con un cubreobjetos. Por último la observamos en el microscopio con el objetivo de 40x.

RESULTADO.

Observamos los núcleos celulares teñidas 

HOJA DE TRABAJO.

1º ¿ En qué se diferencia una tinción vital de una supravital ?

Las tinciones vitales consisten en la introducción de un colorante en la circulación de un organismo vivo y las tinciones supravitales emplean el colorante sobre células o tejidos vivos aislados del organismo.

2º¿ Cuáles son los colorantes vitales más utilizados?

Los colorantes vitales más utilizados son el rojo neutro, el verde Jano y el Azul de metileno.

3º¿ Qué tipo de estructuras tiñe seletivamente el verde Jano?

El verde Jano tiñe mitocondrias y otros orgánulos celulares.

4º¿Cuáles son las ventajas de una tinción supravital ?

5º¿Cuáles son los inconvenientes ?

PREPARACIÓN DE SANGRE EN FRESO.(7/11/2014)

MATERIALES.

Microscopio óptico.

Portas y cubres.

Pipeta pasteur o capilares.

  MUESTRA.

Se puede utilizar sangre capilar o sangre venosa anti coagulada. Yo en esta practica utilice sangre capilar.

PROCEDIMIENTO.

Antes de realizar la práctica, se realiza al extracción de la sangre capilar. La punción capilar la realice mediante la punción en la yema del dedo. Lo primero que se tiene que hacer es dar un pequeño masaje en la zona para concentrar la sangre y desinfectar la yema del dedo con alcohol, después dejar que se seque y mediante una lanceta realizamos la punción. Tenemos que desechar la primer gota con una gasa ya que puede esta contaminada. En el caso de que no salga la gota realizaremos una pequeña presión en la zona de dedo. Una vez que tengamos la gota mediante un capilar o una pipeta pasteur (en esta practica se utilizo el capilar) la cogemos y la depositamos en la portaobjetos. Colocar inmediatamente el cubreobjetos encima del portaobjetos para que la sangre se extienda a lo largo del porta. Por último colocar el porta en la platina del microscopio y observarla con el objetivo de 40x.

RESULTADO.

Los glóbulos rojos fresco son de color anaranjado verdoso que no tiene movilidad intrínseca. Se observa agrupados en pilas de monedas.

INTERPRETACIÓN. 

En la muestra de sangre observamos la forma normal de los glóbulos rojos.

HOJA DE TRABAJO.

1º ¿Qué tipo de colorante empleamos aquí?

 No empleamos ninguna tipo de colorante, es sangre fresca.

2º ¿Que ventaja posee esta técnica?

Evitamos los efectos secundarios de la tinción, como puede ser la coagulación o la solubilización de los hidratos de carbono y grasas.

Con esta técnica es posible visualizar la estructura natural de la células o los cambios estructurales en procesos patológicos.

3º ¿Qué muestra podemos emplear?

Podemos emplear sangre capilar o sangre venosa.

Resultados obtenidos.

Dibuje el aspecto de las células observadas.

ESTUDIO MICROSCÓPICO DE LAS CRISTALIZACIÓN DE LA SALIVA. (7/11/2014)

MATERIALES.

Microscopio.

2 Portaobjetos.

Un pañuelo de papel.

MUESTRA.

Saliva, antes de proporcionarla es apropiado enjuagarse la boca, para intentar que la saliva este limpia.

PROCEDIMIENTO.

Lo primero que tenemos que hacer es limpiar el portaobjetos con agua destilada y secarle con un pañuelo de papel.Una vez que el portaobjetos este totalmente limpio y seco , depositar un gota de saliva. Esta gota la extenderemos a lo largo del portaobjeto con la ayuda de otro portaobjetos.

Dejaremos que se seque la extensión. Pondremos el portaobjetos en la platina de modo que la extensión de saliva quede hacia arriba. Enforcar la preparación, empezaremos a enfocarla con el objetivo de menor aumento hasta llegar al objetivo de mayor aumento.Para una mejor observación de la cristalización de la saliva es mejor que la muestra sea atravesada por poca luz. Esto se pude conseguir alejando el condensador de la preparación y cerrando parcialmente el diafragma.

RESULTADO.

Los cristales formados tienen forma de hojas de helecho.

En esta practica se realizaron tres muestras diferentes: de una chica con la menstruación, otra después de la menstruación y otra antes de la menstruación.

La muestra de  saliva de una chica antes de la menstruación la cristalización era nula.

La muestra de saliva de una chica 14 días después de la menstruación la cristalización era abundantes y clara.

La muestra de saliva de  una chica con la menstruación la cristalización era nula.

INTERPRETACIÓN.

Cuando la cristalización observada es clara y abundante implica que la mujer esta en una situación de fertilidad (esto corresponde con los días que rodean la ovulación ) por el contrario cuando la visualización es nula implica que la mujer esta en una situación de infertilidad(suele encontrarse cuando la mujer tiene la menstruación). Cuando la cristalización observada es mediana no se puede saber si la mujer esta en situación de fertilidad o infertilidad.

HOJA DE TRABAJO.

1º ¿Qué hormonas hacen que cristalice la saliva ?

Los estrógenos en el organismo de la mujer.

2º¿ Qué aspecto tiene los cristales que se forman en la saliva ?

Los cristales que se forman al cristalizar la saliva tiene aspecto de hojas de helecho.

3º¿ Cómo es la cristalización de la saliva en un estado de fertilidad clara?

La cristalización es clara y abundante.

RESULTADOS OBTENIDOS.

La cristalización observada es:

Abundante.

VALORACIÓN DE LOS RESULTADOS.

La mujer se encuentra en esta de :

Fertilidad clara.

SUERO SALINO (6/11/2014)

MATERIALES.

• Vidrio de reloj.
• NaCl.
• Balanza de precisión.
• Matraz aforado (100ml)
• Varilla agitadora.
• Vaso de precipitado.
• Pipeta pasteur.
• Mortero.
• Espátula y cuchara.
• Agua destilada.
• Embudo.
• Parafilm.
• Papel de filtro.

FUNDAMENTO.

Preparar suero salino (NaCl + H2o 0.9%)

1. SS 5M

2.SS 0.9% ---> 100ml

PROCEDIMIENTO.

Lo primero que debemos de haer es averiguar los gramos de NaCl que vamos a diluir sabiendo que es una disoluion 5 Molar y tiene un volumen de 0,1 litros.

Mediante la formula de la molaridad vamos a sacar los gramos de NaCl que necesitamos para la disolución.

 PM=58,5 g/mol

5=(g/58,5)/0,1 ------------> g=(5·0.1)·58.5------> g= 29,25 gramos de NaCl

Una vez sabidos lo gramos de sal y los litros de agua destilada realizaremos la primera disolución.

Realizaremos la disolución que contiene 29,25 gramos de cloruro sódico y 100 ml de agua destilada. El primer paso que realizare sera pesar los 29,25 gramos de NaCl en la balanza, este paso lo haré con ayuda de una espátula y de un vidrio de reloj ;primero colocaremos el vidrio de reloj encima de la balanza y lo taramos, posteriormente con ayuda de la espátula iremos cogiendo cantidades pequeñas de NaCl y la colocaremos encima del vidrio de reloj hasta llegar a los 29,25 gramo. A continuación lo trituramos con ayuda de un mortero para después disolverlo en 250 ml o menos de agua destilada que previamente la habremos depositado en una vaso de precipitado , enseguida con ayuda de un embudo y una varilla lo traspasaremos a un matraz aforado de 100 ml (la varilla la utilizaremos para que no se produzca salpicaduras ni turbulencias) una vez traspasado se llena con agua destilada hasta la linea de enrase con ayuda de una pipeta pasteur (este proceso se denomina enrasado).
Una vez realizada la primera disolución debemos saber cuantos ml de esta disolución tenemos que pasar a la segunda disolución que tiene 0,9% en masa con un volumen de 100 ml.
Para ellos hacemos una regla de tres:
29,25 g de NaCl ---------> 100 ml de disolución
0,9 g de NaCl-------------> x

x=(0,9·100)/29.25=3,07 ml de disolución.

Sabiendo que debemos tomar 3,07 ml de disolución, podemos realizar la segundo disolución.
El primer paso que debemos de hacer es pasar la disolución madre, que la tenemos en el matraz aforado de 100 ml , en un vaso de precipitado. Una vez este la disolución madre en un vaso de precipitado mediante una pipeta pasamos los 3,07 ml a otro matraz afora de 100 ml poniendo un embudo en la parte superior del matraz; una vez hemos pasado esta cantidad de  disolución madre lo que tenemos que hacer es llenar el matraz aforado con agua destilada y enrasarlo con una pipeta pasteur. Así conseguimos la segunda disolución partiendo de 3,07 ml de la disolución madre.

RESULTADO.

VISUALIZACIÓN DE LA EPIDERMIS DE UNA CEBOLLA. (27/10/2014)

MATERIALES.

• Microscopio.
• Portas y cubres.
• Pinzas.
• Caja de pretri
• Vaso de precipitado.

MUESTRA.

Una cebolla.

REACTIVOS.

• Azul de metileno.
• Agua destilada.

PROCEDIMIENTO.

1. Extraer una capa muy fina de tejido vegetal de la cebolla.
2. Llevar el trozo extraído a la caja de Petri .Apoyar el portaobjetos en el fondo de la caja y ayudándose con la pinza extender el trocito de epidermis de cebolla sobre el porta.
3. Añadir unas gotas de azul de metileno , dejando actuar este colorante durante unos cinco minutos, procurando añadir más gotas si se evapora.
4. En un vaso de precipitado lavar el tejido con ayuda de las pinzas en agua destilada.
5. Extendemos la muestra en un porta y la cubrimos con un cubre.
6. Observarlo con el microscopio con los distintos aumentos.  

RESULTADO.

INTRODUCCIÓN AL MANEJO DEL MICROSCOPIO. (22/10/2014)

MATERIALES.

• Microscopio.

• Un portaobjeto.

• Una hoja de papel cuadriculada.
• Un bolígrafo.
• Cinta adhesiva transparente.

PROCEDIMIENTO.

• Lo primero que tenemos que hacer es reconocer el aumento de los oculares y de cada uno de los 4 objetivos que tiene el microscopio. A continuación se calcula el aumento total multiplicando el aumento individual del ocular con cada uno de los distintos aumentos de los objetivos.Este paso se realizara en la siguiente tabla.

Aumento de los oculares.	Aumento de cada objetivo.	Aumento combinado.
10x	4x	40x
	10x	100x
	40x	400x
	100x	1000x

• Lo segundo que se tiene que hacer es recortar un trozo de papel cuadriculado con la forma y el tamaña de un portaobjeto.Dibujar en la mitad del papel una cruz ( un signo + ) con dos trozos de 4 cuadrados cada uno, y lo mas pequeño posible escribir las letras:

1.  D en el extremo derecho del signo más.
2.  IZ en el extremo izquierdo del signo más.
3.  SP en el extremo superior del signo más.
4.  IN en el extremo inferior del signo más.

Después fijar el papel encima del portaobjeto mediante una tira de cinta adhesiva, colocando el signo más hacia afuera.

Colocar el portaobjeto en la platina, de forma que la tira de papel quede hacia arriba.

Enfocar la zona central del signo + con cada uno de los objetivo excepto con el de inmersión. Siempre tenemos que empezar enfocando con el objetivo de menor aumento hasta llegar al de mayor aumento.

• Enforcar de nuevo el centro del signo + con el objetivo de menor aumento.  Sin dejar de mirar por los oculares y utilizando los tornillos reguladores de la platina:

1. Desplazar el campo microscópico hacia la derecha hasta ver las letras. Las letras visualizadas son las que escribí en la izquierda.
2. A continuación desplazar el campo microscópico hacia la izquierda hasta ver las otras letras. Las letras visualizadas son las que escribí en el lado derecho.
3. Volver a la zona central.
4. Mover el campo microscópico hacia arriba hasta visualizar las letras. Las letras visualizadas serán las que escribir en la parte inferior.
5. Seguidamente desplazar el campo microscópico hacia abajo hasta visualizar otras letras. Las letras visualizadas serán las que escribí en la parte superior.
6. La consecuencia que se extrae de los resultados obtenidos es que los resultados son inversos.

• Por ultimo enfocar, continuamente, con el objetivo de menor aumento, las letras escritas alrededor del signo +. Fijándome en las escalas longitudinales y trasversales que hay alrededor de la platina, establecer la posición exacta de cada unas de las letras.

Los resultados los he anotado en la siguiente tabla:

Letras.	Coordenada longitudinal.	Coordenada transversal.
D	93	43
IZ	93	33
SP	26	43
IN	101	42

Por último quitamos el portaobjeto y movemos la platina, y sabiendo las coordenadas de las letras localizar visualmente las letras escritas en la tira de papel.