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domingo, 25 de enero de 2015

Práctica XXXIII : P1 (12/01/2015)

DETECCIÓN DE CRIOGLOBULINAS.
Fundamento.
La detección de rioglobulinas se basa en exponer suero a temperatura baja.
En el caso de que el suero tenga crioglobulinas con el frío este precipita  que toman un aspecto de partículas blanquecidas.
Material.
  • Pipeta pasteur.
  • Tubo de ensayo.
  • Una gradilla.
  • Una nevera.
  • Baño de agua.
  • Un capilar mi microhematocrito no hepariizado.
  • Plastilina.
  • centrífuga.
  • Una regla o un lector de microhematocrito.

Muestra.
La muestra que necesitamos para esta práctica es suero que lo vamos a obtener  de sangre coagulada a temperatura corporal.
Debemos evitar que la coagulación se forme en un ambiente frío.
Procedimiento.
Una vez que tengamos el suero lo tenemos que depositar en un tubo de ensayo. El tubo con el suero lo colocaremos en la nevera a una temperatura comprendida entre los y 6 º C. Lo dejamos durante 30 minutos y los examinamos esto se debería hacer durante 6 días pero en nuestro caso no lo hemos hecho durante ese tiempo solo lo examinamos al pasar la media hora.

Resultado.
En el caso de que aparezcan partículas blanquecidas tendrá que ser incubado a 37 º C.
Después de incubarlos, si estas partículas no deparecen es señal se que se trata de restos de fibrina pero en el caso de que desaparezcan quiere decir que se trata de crioglobulinas precipitadas que seria que la prueba es positiva.
Grado de positividad :

ASPECTO DEL SUERO.
GRADO DE POSITIVIDAD.
Discretamente turbio.
+
Francamente turbio.
++
Lechoso.
+++

En el caso de que la pruebe sea positiva se puede medir la semicuantificación de las crioglobulinas mediante la siguiente manera.
Tenemos las 3/4 partes de longitud del tubo capilar con el suero; el extremo por donde se ha introducido el suero lo tenemos que tapar con plastilina. Este capilar lo dejamos enfriar a 4-6ºC y después lo centrifugamos a 12000g durante cinco minutos. Por último se debe calcular el porcentaje de la columna formada por el precipitado con respecto al total del suero.
 Resultado.
El resultado es negativo no tiene crioglobulina.

Hoja de trabajo.
1º ¿ A qué temperatura se debe someter el suero en una detección de crioglobulinas?
Se debe someter a unos 4-6ºC

2º Si el precipitado no se reabsorbe con calor, ¿ de qué sustancia está formado?
De restos de fibrina.

3º ¿ Cuántas cruces se le asigna a un suero que adquiere un aspecto lechoso?
Tres cruces.

4º ¿ A qué concentración sérica suelen encontrarse las crioglobulinas tipo I?
Se encuentra en el suero a una alta concentración (> 5 mg/ml )

5º¿ Qué manifestaciones clínicas puede producir una crioglobulinemia?
Aumento de la viscosidad de la sangre.
Precipitación de las crioglobulinas.
Depósito de inmunoomplejos.

Resultados obtenidos.
¿ Se redisuelve el precipitado con calor ?
Si.
Valoración de los resultados.
En el suero problema:
No hay crioglobulinas.

domingo, 11 de enero de 2015

Práctica XXXIV P1 ( 9/01 /2015)

RECUENTO DE PLAQUETAS EN FROTIS SANGUÍNEOS.
Materiales.
  • Microscopio.
  • Papel y bolígrafo.
  • Portas.
Reactivos.
Hemos teñido el frotis con la tinción de panóptico rápido, por lo tanto los reactivos serían;
  • Solución nº 1: Solución alcohólica de triarilmetano.
  • Solución nº 2: Solución tamponada de xantano.
  • Solución nº3: Solución tamponada de tiazino.
  • Aceite de inmersión.
Muestra.
Una extensión sanguíneo.

Procedimiento.

Lo primero que hacemos es realizar un frotis con la sangre problema.
Después lo teñimos con el panóptico rápido ( introducir cinco veces en cada una de las soluciones).
Añadir al frotis una gota  del aceite de inmersión y observarlo con el objetivo de 100x.
Contar las plaquetas que hay en 10 campos microscópico.
Calcular la cifra media del números de plaquetas.

Resultado.
Campo 1 ------- > 50
Campo 2 ------- > 60
Campo 3 ------- > 50
Campo 4 ------- > 40
Campo 5 ------- > 36
Campo 6 ------- > 35
Campo 7 ------- > 25 +
Campo 8 ------- > 40
Campo 9 ------- > 32
Campo 10 ------ > 40
                            ____
                             408
PLT/mm3 =(408/10) x 20000= 816000 plaquetas / mm3

PLT/ mm3 = PLT/ C X 20000

Interpretación analítica.
Tiene trombocitosis.

Hoja de trabajo.

1º En condiciones normales, ¿cuántas plaquetas por campo microscópico hay en una zona de una frotis sanguíneo donde los eritrocitos no están superpuestos?
De 5 a 25 trombocitos por campo.

Resultados obtenidos.

  • Número de plaquetas contadas en 10 campos microscópicos:
408 plaquetas.

  • Media del número de plaquetas contadas en 10 campos microscópicos ( PLT/C):
40,8

  • Número de plaquetas por mm3 de sangre ( PLT/ mm3)
816000 plaquetas / mm3

Valoración de los resultados.
Una trombocitosis.


jueves, 8 de enero de 2015

Práctica XXIX: P1 (08/01/2015)

DETERMINACIÓN DEL ÍNDICE DE LOBULARIDAD (IL)
 Materiales
  • Un microscopio.
  • Bolígrafo y papel.
Reactivos.
  • Líquido de inmersión.
Muestra.
  • Una extensión sanguínea fina.

Procedimiento.
Cundo tengamos la extensión sanguínea, la colocamos en la platina del microscopio y le ponemos una gota del aceite de inmersión. Lo observamos con el aumento de 100x; observamos los neutrófilos y  clasificamos según Arneth  los lóbulos de los neutrófilos contados.
Cuando hayamos contado al menos 100 neutrófilos podemos terminar el recuento.

Resultado.
Formula:


IL= NL/NN

  • IL= Índice de lobularidad.
  • NL= Número de lóbulos contados.
  • NN= Números de neutrófilos observados.
Hemos observados en total 70 neutrófilos.
El número de lobulos contados es de 62 lobulos.
Por lo tanto en índice de lobularidad sera la división de las 62 lobulos entre los 70 neutrofilos contados.

IL=198/70 = 2,828

En conclusión el índice de lobularidad es normal.

Hoja de trabajo.
1º ¿ Cuántos tipos de neutrófilos hay según Arneth?
Hay 5 tipos que son:
  1. Tipos I: neutrófilos con un núcleo no segmentado, es decir, sin lobulaciones.
  2. Tipo II: neutrófilos con un núcleo dividido una vez,es decir, con 2 lóbulos.
  3. Tipo III: neutrófilos con un núcleo dividido 2 veces, es decir, con 3 lóbulos.
  4. Tipo IV: neutrófilos con un núcleo dividido 3 veces, es decir, con 4 lóbulos.
  5. Tipo V: neutrófilos con un núcleo dividido 4 veces, es decir, con 5 lóbulos.
2º ¿Qué tipo de desviación hay si el IL es igual a 2,5?
No hay ningún tipo de desviación, ya que el  índice de lobularidad es normal.

3º ¿ De qué enfermedades es típica la desviación a la izquierda con neutrofilia?
De las infecciones agudas ( por ejemplo: apendicitis, sepsis, etc)

Resultado obtenido.

Tipo de neutrófilo.
Número de neutrófilos que pertenecen a ese tipo.

I
8

II
8

III
36

IV
16

V
2



70
Número total de neutrófilos observados
  • Número total de lobulaciones cuantificadas: 168 lóbulos.
  1. Del tipo II he contado 8 neutrófilos por lo tanto tendrán 16 lóbulo ( 8x2= 16) cada uno de esos ocho neutrófilos tiene 2 lóbulos; por lo tanto multiplico esos  8 neutrófilos por los 2 lóbulos.
  2. Del tipo III he contado 36 neutrófilos por lo tanto serian 36x3= 108 lóbulos, ya que cada uno de los neutrófilos tienen 3 lóbulos, ya que su núcleo esta dividido 2 veces.
  3. Del tipo IV he contado 16 neutrófilos por lo tanto serían 16x4=64 lóbulos. Ya que el neutrófilo tiene un núcleo dividido 3 veces, es decir tiene 4 lóbulos.
  4. Del tipo V he contado 2 neutrófilos por lo tanto serían 2x5=10 lóbulos, ya que el neutrófilo tiene un núcleo dividido 4 veces, es decir tiene 5 lóbulos.
Por lo tanto en total hay 198 lóbulos.

  • Índice de lobularidad = 2,8528
Valoración de los resultados
No hay ningún tipo de desviación.

Practica XXXII: P1 (08/01/2015)

ESTUDIO DE UN CONCENTRADO DE LEUCOCITOS.

Fundamento.
 La base de esta practica es centrifugar un tubo lleno de sangre, cuando la centrifugamos a una velocidad y un tiempo determinado se consigue la separación de las células sanguínea en tres capas. 
Así obtenemos:
  • Una primera capa inferior compuesta por eritrocitos.
  • La capa media llamada capa leucoplaquetaria o  Buffy Coat) formada por leucocitos y plaquetas.
  • Y la última capa, la capa superior es el plasma.
Materiales.
  • Tubo de centrifuga.
  • Una centrifuga.
  • Cuatro portaobjetos.
  • Una pipeta Pasteur, pero también se puede utilizar micropipeta.
Reactivos.
Hemos teñido el frotis con la tinción de panóptico rápido, por lo tanto los reactivos serían;
  • Solución nº 1: Solución alcohólica de triarilmetano.
  • Solución nº 2: Solución tamponada de xantano.
  • Solución nº3: Solución tamponada de tiazino.
Muestra.
Sangre venosa anti-coagulada con citrato sódico.

Procedimiento.
El primer paso sería mezclar la sangre con el anticoagulante, pero la sangre ya venia anticoagulada con citrato sódico. Una vez obtenida la sangre anticoagulada la introducimos en la centrifugadora durante 15 minutos a una velocidad de 1500 rpm. Pasado este tiemo saco el tubo con la sangre separada en tres capas y con ayuda de una micropipeta  retiramos el plasma. Después tomamos con la micropipeta 0.2 ml de la capa leucoplaquetaria ( al realizar este paso hay que tener cuidado de no tomar nada de la capa eritrocitaria). 
Colocamos una gota en un portaobjetos para realizar un frotis. Una vez obtenido el frotis lo teñimos con el panóptico rápido que consistia en introducirlo 5 veces independientemente en las tres soluciones y por último lavarlo con agua destilada.

Resultado.
Se observa leucocitos de todos los tipos ( neutrófilos, linfocitos, eosinófilos, basófilos) y también se pueden observar plaquetas.

Hoja de trabajo.
1.º ¿ Cómo se llama a la condensación del material genético inactivado de un cromosoma x?
Se llama obtención de células para la búsqueda del corpúsculo de barr.

2.º ¿ Qué otro nombre recibe la capa leucoplaquetaria ?
Recibe el nombre de buffy coat.

3.º Tras centrifugar la sangre, ¿ en que capa se sitúan hematíes?
En la capa eritrocitaria.

Valoración de los resultados.
En la sangre estudiada:
No hay leucocitos con alteraciones.

sábado, 6 de diciembre de 2014

FÓRMULA LEUCOCITARIA. (28/11/2014)

MATERIALES.

  • Microscopio.
  • Lanceta.
  • Capilar.
  • Papel y lápiz o un registrados automático.




REACTIVO.
  • Aceite de inmersión.
  • Solución nº1 : Solución alcohólica de triarilmetano.
  • Solución nº2: Solución tamponada de xanteno.
  • Solución nº3: Solución tamponada de tiazina.
  • Agua destilada.
MUESTRA.
  • Sangre fresca.
PROCEDIMIENTO.
Lo primero que haremos en con una lanceta pincharnos un dedo para conseguir sangre fresca. Antes  deberemos desinfectarnos el dedo con alcohol, la primera gota que salga la desechamos y las siguientes la tomamos con un capilar. Cuando tenemos el capilar con sangre, haremos una extensión . Una vez obtenido la extensión lo vamos a teñir con el método de panóptico rápido. Tomamos las tres soluciones e introducimos el frotis cinco veces el primera solución después en la segunda y por último en la tercera. Lo dejamos secar y lo enjuagamos con agua destilada. Después preparamos el microscopio  para tener el condensador alto y el diafragma abierto; ponemos una gota de aceite de inmersión en la muestra y enfocamos con el objetivo de 100x.
Por último se clasifican y se cuentan los leucocitos que se van a encontrar a lo largo de ese recorrido.



RESULTADO.
Basófilos

0    26   0   0

9     0     45  20

Linfocitos segmentados cayados.

(7000x45)/100=3150 mm3

(7000x20)/100=1400 MM3




Nº TL=( WBx% TL) /100


26%
9%
45%
20%

NºTL = (7000x26)/100=1820 mm3
NºTL= (7000x9)/100=630MM3

HOJA DE TRABAJO.

1º ¿ Con qué objeto se observan los leucocitos cuando se determina una fórmula leucocitaria?
Para calcular el % de cada uno de los tipos de leucocitos que está presente en 1 mm3 de sangre.

2º¿ Cómo es el recorrido que se describe en la observación leucocitaria?
En forma de almenas.

3º¿ Cuándo se han de observar al menos 200 leucocitos?
Si se encuentra un mayor número de linfocitos que de neutrófilos o más de un 10% de eosinófilos o más de un 12 % de monocitos.

4º Si de 100 leucocitos observados , 20 son linfocitos y WBC es igual a 7000 leucocitos/ mm3 de sangre, ¿ cuál es el número de linfocitos que hay en 1mm3 de sangre?

nº TL = (7000x80)/100 =5600/mm3

5º ¿ Cómo se llama el aumento de los monocitos?
Monoitosis.

RESULTADOS OBTENIDOS.

Tipo de leucocitos.
Número encontrado.
Neutrófilos segmentados.
45
Neutrófilos en cayado.
20
Eosinófilos.

Basófilos.
26
Monocitos.

Linfocitos.
9
Otros

VALORACIÓN DE LOS RESULTADOS.

En la sangre estudiada:
La proporción de leucocitos es nomal.



domingo, 30 de noviembre de 2014

DETECCIÓN DE CUERPOS DE HEINZ. (28/11/2014)

MATERIALES.

  • Un tubo de ensayo.
  • 2 pipetas graduadas.
  • Una pipeta parteur o un capilar.
  • Un baño de agua.
  • 2 portaobjetos.
  • Un microscopio.
REACTIVOS.
  • Colorante. Es una solución de cristal violeta. En nuestro laboratorio ya estaba hecho pero lo tuvimos que disolver en 1 ml de agua destilada,1 ml de disolución salina y 1 ml de solución de cristal violeta y filtramos la disolución con un filtro hecho con papel de filtro. En el caso de que no estuviera realizado tendríamos que hacerlo con:
  1. Mezclar 20 g de cristal violeta con 80 cc de suero fisiológico de agua destilada.
  2. Agitamos la mezcla durante 5 minutos.
  3. Filtramos la disolución
  4. Añadimos al líquido filtrado 82 cc de suero fisiológico y 18 cc de agua destilada.
  • Líquido de inmersión.
MUESTRA.
Sangre.

FUNDAMENTO.
Los precipitados intraeritrocitarios de hemoglobina se tiñen con el colorante  cristal de violeta y en el microscopio observamos como pequeñas granulaciones que se denominan como cuerpos de heinz.
PROCEDIMIENTO.
Lo primero que debemos de hacer es mezclar en un tubo de ensayo 1 ml de colorante y 1 ml de sangre ; la sangre es sangre venosa extraída de la bolsa de sangre. Después lo tapamos con papel parafilm y lo colocamos en el baño de agua a 37º  durante 5 minutos, una vez pasado este tiempo tomamos un gota de la mezcla, con ayuda de una capilar, y realizamos una extensión; posteriormente la dejamos secar y vertemos una gota de líquido de inmersión para poder observarlo en el microscopio con el objetivo 100x.

RESULTADO.
En el microscopio se observa pequeñas granulaciones de color purpura.


En mi caso no se puedo ver nada porque el microscopio esta dañado.

HOJA DE TRABAJO.
1º ¿Cuál  es el colorante usado para teñir los cuerpos de Heinz?
Solución de cristal violeta.

2º ¿ De qué color son los cuerpos de Heinz teñidos?
Son de color purpura.

3º ¿Dónde se localizan los cuerpos de Heinz?
Se localizan en la periferia de los hematíes.

RESULTADO OBTENIDOS.
En la sangre ensayada:  No se han encontrado cuerpos de Heinz

VALORACIÓN DE LOS RESULTADOS.
El sujeto estudiado: En el microscopio no se veía nada.

jueves, 27 de noviembre de 2014

CONTAJE DE RETICULOCITOS. (27/11/2014)

MATERIALES.


  • Microscopio.
  • Tubos de hemolisis.
  • Pipeta Pasteur.
  • Portas.
  • Baño de agua.
  • Sistema de filtración.
REACTIVOS.

  • Azul de cresil brillante en polvo.
  • Solución salina al 0,9%
  • Agua destilada.
  • Aceite de inmersión.
  • Citrato sódico al 3 %
Citrato sódico.
En el laboratorio había citrato sódico en polvo y necesitamos en líquido por tanto tuvimos que disolverla.Como nos dicen que es al 3% lo vamos a disolver en 100 ml.
Cogemos 3 gramos de citrato sódico---------> 100 ml de agua destilada.

Lo primero que vamos hacer es pesar son los 3 gramos de citrato sódico en polvo, lo que hacemos es colocar en la balanza el vidrio de reloj lo taramos y después vamos a pesar la sustancia hasta llegar a los 3 gramos. Cuando ya lo tengamos cogemos un vaso de precipitado y lo llenamos con agua destilada y disolvemos los 3 gramos de citrato sódico, a continuación con ayuda de un embudo los pasamos a un matraz aforado de 100 ml , pero antes de enrasarlo lo que haremos es volver a poner agua en el vaso de precipitado utilizado antes por si queda restos del polvo y lo vertemos en el matraz. Finalmente enrasamos el matraz.
MUESTRA.
Sangre anti coagulada.

FUNDAMENTO.
La finalidad de esta práctica es observar mediante un microscopio los reticulocitos mediante el colorante de azul de cresil brillante. Este colorante llevara a la precipitación del ARN y con ellos observaremos como filamentos de olor azul intenso en el interior de la célula.

PROCEDIMIENTO.

Lo primero que hacemos, una vez hayamos realizado la disolución de citrato sódico al 3 % en 100 ml de agua destilada, es preparar el colorante.  Esta preparación se realiza mezclando en un vaso de precipitado 80 ml de solución salina ( que ya teníamos en el laboratorio que habíamos hecho previamente )  y 20 ml de citrato sódico al 3% ; estas cantidades las tomamos con ayuda de pipetas.   Después pesamos 1g de azul de cresil brillante y lo disolvemos en la mezcla anterior. Este preparado lo tenemos que filtrar antes de utilizarlo. Posteriormente echamos 3 gotas de sangre y tres gotas de la solución . Lo mezclamos y lo tapamos con papel parafilm. Lo introducimos en el baño de agua durante 5 minutos.Una vez haya pasado este tiempo lo sacamos y con ayuda de una pipeta Pasteur tomamos un poco de la solución para realizar dos extensiones y la dejamos secar. Finalmente ponemos una gota de aceite de inmersión en la muestra y la observamos con el objetivo de 100x.

RESULTADO.

Lo hematíes son de color verde amarillento y los reticulocitos  presentan en su interior unos hilos finos de color azul.

% reticulocitos = ( Nº  de reticulocitos contados / Nº de hematíes contados ) x 100


HOJA DE TRABAJO.

1º ¿ Qué son los reticulocitos ?
Los reticulocitos son eritrocitos inmaduros que contienen, como su nombre indica, un retículo o red cromatínica formada por restos de ARN (ribosomas) , mitocondrias y otros órganos celulares.

2º¿ Qué tipo de tinción estamos utilizando ?
 Azul de cresil brillante.

3º¿Por qué hacemos la corrección del porcentaje de reticulocitos?

4º¿ Que nos expresa el IPR ?
Nos da un valor numérico de la estimulación hematopoyética por encima de la actividad de la línea base normal.




sábado, 22 de noviembre de 2014

TINCIÓN PANÓPTICO RÁPIDO. (13/11/2014)

MATERIALES.
  • Cubetas de Wertheim (no la hemos utilizado )
  • Cestillo para portas(no la he utilizado )
  • Frasco lavador
REACTIVOS.

  • Solución nº 1: Solución alohólica de triarilmetano
  • Solución nº 2:Solución tamponada de xanteno.
  • Solución nº 3:Solución tamponada de tiazina
  • Agua destilada.

Muestra.
Frotis sanguíneo con sangre venosa extraída de la bolsa de sangre que tiene que ser preparada minutos antes de realizar la práctica.

FUNDAMENTO.
Esta práctica la vamos a realizar mediante una tinción que une la policromía y la calidad que proporcionan las tinciones de Giemsa y Wringh , además que  se realiza en 15 segundos.
Esta tinción se diferencian de las demás en que presenta la peculiaridad de ser un método de inmersión en la cual el frotis se sumerge en la solución colorante durante 5 segundos.

PROCEDIMIENTO.
Lo primero que hacemos es coger los tres frascos de plásticos donde estas contenidas las tres soluciones. Después cogemos el portaobjetos donde tenemos el frotis y lo sumergimos cinco veces primero en la solución numero 1 y la dejamos escurrir, otras cinco veces en la solución numero 2 y la dejamos escurrir y por último cinco veces en la solución numero 3 y la dejamos escurrir y finalmente la lavamos con agua destilada y la dejamos secar.
Por último la observamos en el microscopio, previamente depositando una gota de aceite de inmersión y observamos con el objetivo 100x.

 RESULTADOS.
Los colores que observamos de las células sanguíneas son similares a las de la tinción de Giemsa y Wringh. 




HOJA DE TRABAJO.

1º ¿En qué se diferencia este método de las otras tinciones clásicas ?
Se diferencia en que este método se ejecuta en 5 segundos y tiene la peculiaridad de ser un método de inmersión donde el frotis se sumerge en la solución colorante durante un tiempo determinado.

2º ¿ Cuántos segundos debe sumergirse el frotis en cada una de las soluciones ?
 Se sumerge 5 segundos.

3º¿ Cuál cree que es la solución fijadora ?
La solución alcohólica de triarilmetano.

TINCIÓN DE WRINGH.(12/11/2014)

MATERIALES.

  • Microscopio
  • Cristalizador
  • Puentes de tinción
  • Pipetas Pasteur
  • Frasco lavador
  • Guantes
  • Tubos de ensayo
REACTIVOS.

  • Solución de eosina-azul de metileno según Wringht
  • Solución tampón pH 7,2.
  • Aeite de inmersión.
FUNDAMENTO.

Utilizaremos un colorante que es una disolución de eosina y unas mezcla de azul de metileno (del 50 al 75 % ) u azul B ( del 10 al 25 %) juntos con derivados del alcohol etílico.

MUESTRA.

Sangre venosa anticoagulada.

PROCEDIMIENTO.

Tenemos que realizar un frotis sanguíneo muy fino y debemos dejarla secar. Esta extensión lo colocaremos horizontalmente encima del puente de tinción que esta situado encima del cristalizador; a este frotis le vertemo mediante una pipeta 1 ml de colorante Wringh (eosina azul de metileno ) dejamos actuar durante 1 minuto y lo lavamos con tampón pH 7,2. Lo dejamos secar y escurrir en vertical dentro del cristalizador.  Después mediante la pipeta pasteur diluimos en un tubo de ensayo  0,5 ml  de eosina-azul de metileno en 0,5 ml de tampón pH 7,2 se tiene que mezlar bien y mediante una pipeta pasteur cubrimos el frotis con esta dilución,,dejando que se tiña durante 3-5 minutos. A continuación lavarla on agua del grifo y después con solución tampón pH 7,2. La dejamos secar y escurrir en vertical dentro del cristalizador. Finalmente la observamos en el microscopio con el objetivo 100x.

RESULTADOS.

Las células se observan con el mismo color que la observada con la tinción de Giemsa.

HOJA DE TRABAJO.

1º ¿ Qué tipo de colorante utilizamos en esta tinción?
El colorante utilizado es una solución de eosina una mezcla de azul de metileno y azur B

2º¿ Qué sustancia utilizamos como  fijador ?
Eosina-azul de metileno

3º ¿ Cuánto tiempo debe estar en contacto el frotis con el colorante diluido ?

3-5 minutos.

TINCIÓN DE GIEMSA. (11/11/2014)

MATERIAL.
  • Microscopio 
  • Portas limpios
  • Cristalizador
  • Puentes de tinción
  • Pipeta Pasteur
  • Frasco lavador
  • Tubo de ensayo.
REACTIVOS.
  1. Colorante en solución según Giemsa de Panrea.
  2. Solución tampón pH 7.2 de Panrea.
  3. Metanol.
  4. Aceite de imersión.
MUESTRA.
Sangre venosa antioagulada.

FUNDAMENTO.
Utilizar como colorante la mezcla de azul de metileno y eosina propuesta por Giemsa.

PROCEDIMIENTO.
Lo primero que debemos de hacer es preparar un frotis, ya explicada en la práctica VII.  El frotis realizado lo tenemos que colocar de forma vertical sobre el punte de tinción en el cristalizador. Tenemos cubrir el frotis con metanol y dejarlo durante 3 minutos, se tiene que escurrir y secar con el aire con esto fijamos el frotis. A continuación diluimos en un tubo de ensayo 0.2 ml de azur-eosino-azul de metileno según Giemsa con 2 ml de solución tampón pH 7,2 este paso lo realizamos con pipetas. Mezclamos el tubo y con una pipeta pasteur  tomamos una cantidad de dilución de colorante y lo echamos encima del frotis , dejándolo actuar durante 25 minutos. Pasado los 25 minutos lo escurrimos y lo lavamos con agua de grifo, porteriormente lo lavamos con tampón pH 7,2 hasta eliminar los restos de colorante, lo dejamos escurrir y secarlo en posición vertical dentro del cristalizador.

Los eosinófilos se observan con el núcleo azul violeta, el citoplasma azul y los gránulos de olor rojo anaranjado. Los basófilos presentan un núcleo de color púrpura y granulación de color azul oscuro. Los monoitos y linfocitos se observan con un núcleo color violeta y el citoplasma azul.


HOJA DE TRABAJO.
 1º¿ Cuáles son los antioagulantes más adecuados para esta técnica?
La heparina y el EDTA.

2º¿Con que reactivo fijamos el frotis?

Con metanol.

3º¿ Cuánto tiempo debe actuar el colorante en el frotis ?
25 minutos.

RESULTADO.

Los eritrocitos son de color rosa asalmonado y las plaquetas de color violeta.

PREPARACIÓN DE GOTA GRUESA. (11/11/2014)

MATERIALES.
  1. Un tubo capilar.
  2. Una pipeta Pasteur
  3. 2 Portaobjetos
  4. 2 Cubetas de tinción con sus respectivos cestillos.
REACTIVOS.
  1. Metanol
  2. Agua destilada
  3. Una solución de colorante Giemsa al 3 % en agua destilada.
MUESTRA.
Sangre venosa anticoagulada con EDTA.




PROCEDIMIENTO.
Lo primero que hacemos es coger un portaobjetos, situamos una pequeña gota en el centro del portaobjetos y también colocamos tres gotas de  sangre grandes a un centímetro de distancia de la primera gota a la derecha. Las tres gotas tienen que tener forma de un triangulo. Después realizamos un frotis con otro portaobjeto el extensor y con una esquina de este portaobjetos unimos las tres gotas formando una capa gruesa y uniforme. Dejamos secar el portaobjetos con la extensión en horizontal teniendo cuidado de que no se ensucie ni se moje.  Fijamos la extensión fija vertiendo tres gotas de metanol  y dejandola durante algunos segundos. La gota gruesa debe dejarse secar durante 24 horas. 
Pasado un día vertemos  el colorante Giemsa al 3 %  en una cubeta. Después sumergimos la preparación en la solución giemsa durante 30 minutos. Vertemos agua limpia a la preparación durante unos segundos y esto lo repetimos dos veces más.Dejamos secar la extensión en posición vertical.

 RESULTADO.


HOJA DE TRABAJO.
1º ¿ Qué colorante se utiliza para teñir la preparación de gota gruesa?
Giemsa al 3%

2º¿ Cómo están los hematíes en la preparación de gota gruesa?
Los hematíes están lisados.

3º¿ Con qué sustancia se fija la preparación de gota gruesa?
Metanol.

REALIZACIÓN DE UNA EXTENSIÓN SANGUÍNEA. (7/11/2014)

MATERIALES.

  1. Bolsa de sangre
  2. Un capilar 
  3. 2 portas limpios y libre de grasa
  4. Guantes 
  5. Un rotulador e vidrio
REACTIVOS.
  1. Alcohol
  2. Solución de etanol-eter.
MUESTRA.
Sangre venosa  anticoagulada extraída de la bolsa de sangre. También podemos realizar un extensión con sangre capilar.
La sangre que se va a utilizar en esta práctica es sangre venosa, esta sangre la extremos de una bolsa de sangre procedente del banco de sangre, para depositar esta sangre a un tubo de ensayo lo que vamos hacer es mover la bolsa, después quitar la pinza y poniendo el tubo que tiene en la parte superior dentro del tubo de ensayo y moviendo la bolsa hacia arriba la sangre se vierte en el tubo de ensayo.


FUNDAMENTO.

La extensiones sanguíneas se realizan mediante dos portas, uno de ellos sirve para colocar la gota de sangre , mientras que el otro sirve para deslizar la sangre. 
Lo que se obtiene es una fina capa de células que se puede observar con el microscopio.


PROCEDIMIENTO.

Antes de hacer de hacer la primera extensión lo que debemos hacer es limpiar los portas para ello lo vamos a lavar con agua y jabón líquido después lo aclaramos con agua del grifo, lo enjuagamos con agua destilada y por último le echamos alcohol y lo secamos con un pañuelo.Con el dedo índice y el pulgar de la mano coger el porta sujetándolo por los extremos y situarlo en la mesa ;con un capilar cogemos sangre que previamente hemos puesto en el tubo de ensayo, lo recomendable es llenar el capilar para que salga una pequeña gota de 5 microlitros. Después colocamos otro porta , que sera el que utilicemos para realizar la extensión, por delante de la gota de sangre y formamos un angulo de 45º con el porta utilizado como soporte,desplazamos suavemente hacia atrás de manera que alance la sangre, esperamos a que la sangre se extienda a lo largo del extremo del porta extensor, una vez que la sangre se haya extendido deslizamos el porta extensor hacia delante con un movimiento firme y uniforme evitando paradas. Cuando la sangre se haya extendido por el porta que sirve de soporte tenemos que dejar que se seque agitándola al aire para que sus célula no se distorsionen. Finalmente escribo mi nombre para utilizarla en otra practica.
Por último los portas con extensiones mal realizadas se deberán lavar con jabón liquido y enjuagarlas con agua destiladas y para una mejor limpieza introducirlo en una solución de etanol-éter etílico o simplemente en etanol.



RESULTADO.

Para ver resultados tenemos que haber realizado una buena extensión. 
 El modo correcto de realizar un extensión sanguínea seria la siguiente:

A continuación una imagen donde se verán los defectos de una mala extensión.





HOJA DE TRABAJO.

1º¿ Con qué sustancia se anticoagula la sangre venosa cuando se pretende hacer una extensión?
Con EDTA.

2º¿Cuánto tiempo puede pasar , como máximo, desde la extracción de la sangre hasta la realización del frotis?
Menos de 3 horas.

3º¿Qué ángulo debe formar el porta extensor on el porta soporte ?
45º

RESULTADOS OBTENIDOS.
La extensión:
La primera extensión que realice era muy corta, era muy fina, tenía estrías trasversales, zonas sin sangre, su extremo terminal esta muy desflecado. Hice mas de 30 extensiones y solo me salieron bien tres las que hice en el control.



VALORACIÓN DE LOS RESULTADOS.
La extensión debe ser considerada como:
Las primeras que realice no válidas pero ya las últimas eran válidas.


TINCIÓN SUPRAVITAL CON AZUL DE METILENO. (6/11/2014)

MATERIALES.
Microscopio óptico.



Portas y cubres.


Tubos de hemólisis


Capilares.


Papel parafilm


Pipeta pasteur.


Lanceta.


REACTIVOS.

  1. Azul de metileno nuevo.
  2. Oxalato potásico.
  3. Agua destilada.
MUESTRA.

Sangre capilar fresca es lo que utilice para esta práctica, aunque también se puede con sangre venosa antioagulada.

FUNDAMENTO.


En esta practica se utilizara como colorante el azul de metileno. Este colorante tiñe principalmente los núcleos celulares y es un colorante vital.

PROCEDIMIENTO.

Lo primero que tenemos que hacer es preparar el colorante, con lo cual vamos a utilizar los siguientes reactivos:
Azul de metileno nuevo ( 0,5g) ; Oxalato potásico (1,6g) y agua destialada (100ml).Pesamos en un vidrio de roloj 0.5 g de azul de metileno y 1.6 de oxalato potásico y en un vaso de precipitado lo disolvemos en 100 ml de agua destilada.
Después tenemos que realizar la punción en la yema del dedo para extraer una gota de sangre fresca, lo primero que hay que hacer es desinfectar la zona con alcohol y secarle para a continuación realizar la punción con una lanceta, la primera gota hay que desecharla. 
Una vez realizado los pasos anteriores tenemos que depositar dos gotas de sangre, mediante un capilar,  en el portaobjeto también tenemos que depositar dos gotas de colorante y enseguida aspiramos la mezcla con una pipeta pasteur y la depositamos en el tubo de hemólisis; también podemos depositar directamente las dos gotas de sangre fresa y las dos gotas de colorante en el tubo de hemólisis.
Tapamos el tubo con papel parafilm y dejamos reposar la mezcla unos 10 minutos. Pasado este tiempo aspiramos con una pipeta pasteur esta mezcla y la depositamos en un portaobjetos y la cubrimos con un cubreobjetos. Por último la observamos en el microscopio con el objetivo de 40x.

RESULTADO.

Observamos los núcleos celulares teñidas 



HOJA DE TRABAJO.

1º ¿ En qué se diferencia una tinción vital de una supravital ?

Las tinciones vitales consisten en la introducción de un colorante en la circulación de un organismo vivo y las tinciones supravitales emplean el colorante sobre células o tejidos vivos aislados del organismo.

2º¿ Cuáles son los colorantes vitales más utilizados?

Los colorantes vitales más utilizados son el rojo neutro, el verde Jano y el Azul de metileno.

3º¿ Qué tipo de estructuras tiñe seletivamente el verde Jano?

El verde Jano tiñe mitocondrias y otros orgánulos celulares.

4º¿Cuáles son las ventajas de una tinción supravital ?


5º¿Cuáles son los inconvenientes ?